• ChIP-seq (染色质免疫沉淀测序)

一种经典的、在体内（in vivo） 环境下，全基因组水平上分析蛋白质与DNA相互作用的技术。其核心是通过甲醛交联将细胞内的蛋白质与DNA固定在一起，随机断裂染色质后，利用目标蛋白的特异性抗体进行免疫沉淀，富集与该蛋白结合的DNA片段，最终通过高通量测序确定这些结合位点在基因组上的精确分布。

• ATAC-seq (转座酶可及染色质测序)

一种用于直接检测全基因组范围内染色质开放性的技术。它利用一种工程化的Tn5转座酶，该酶能够高效地切割开放的染色质区域并同时连接上测序接头。开放的染色质通常代表了调控活跃的区域，如启动子、增强子和绝缘子等。因此，ATAC-seq的输出是一张全基因组的“开放染色质图谱”。

• CUT&Tag (靶下切割与标签化)

一种新一代的、在体内研究蛋白-DNA互作的技术。它与ChIP-seq的目的相同，但方法学上截然不同。CUT&Tag在完整的细胞核内进行，利用特异性抗体将携带Tn5转座酶的蛋白A（pA-Tn5）融合蛋白“招募”到目标蛋白的结合位点。随后激活Tn5，使其在目标位点附近原位切割DNA并加上测序接头。这种方法避免了交联和超声破碎，因此具有背景噪音极低、信噪比极高和所需细胞量少的巨大优势。

• DAP-seq (DNA亲和纯化测序)

一种在体外（in vitro） 研究DNA与蛋白质（主要是转录因子）相互作用的技术。其核心是体外表达带有亲和标签（如HaloTag）的转录因子蛋白，并将其与经片段化并加了接头的基因组DNA文库在试管中混合孵育。随后通过亲和纯化（如磁珠）回收与转录因子结合的DNA片段，进行测序。它的最大特点是完全不依赖活细胞、不需要特异性抗体，特别适用于植物和非模式生物的大规模转录因子结合位点筛选。

• Hi-Cut (Hi-C Coupled chromatin cleavage and Tagmentation)

HiCuT（Hi-C Coupled chromatin cleavage and Tagmentation）是将Hi-C 3.0策略和CUT&Tag联合用于获得蛋白介导的DNA空间互作信息的创新技术，首先参考Hi-C 3.0策略，对样本进行双交联、双酶切、补平和连接，之后则按照CUT&Tag 步骤进行后续实验，包括ConAbeads 结合细胞、孵育一抗、二抗、pA/G-Tn5融合蛋白、转座、解交联、回收DNA并扩增，构建完成HiCuT文库，操作简单，效果稳定，适用于动物、活细胞等多种类样本的Hi-CUT建库过程。

二、五大基因组技术对比一览表

三、技术应用与选择指南

案例一、如想研究体内蛋白和DNA的相互作用（如转录因子结合、组蛋白修饰）

• 首选 CUT&Tag：如果你细胞量少、追求高信噪比和快速流程，且拥有高质量抗体。

• 选择 ChIP-seq：如果你的蛋白结合不稳定需要交联固定，或者CUT&Tag抗体效果不佳时，它仍是可靠的“金标准”。

• 选择 DAP-seq：如果你研究的是植物或难以获取大量细胞/进行遗传操作的物种，想快速、低成本地筛选多个转录因子的结合位点，且不要求体内环境。

案例二、如想全局性地看看基因组的哪些区域是“开放”的、有活性的（找增强子、启动子）

首选 ATAC-seq：这是最直接、最快速、所需细胞量最少的方法。它无需任何抗体或先验知识，就能绘制全基因组的染色质可及性图谱。

案例三、如想研究蛋白-核酸三维结构，特别是某个特定蛋白（如CTCF）介导的DNA与DNA的相互作用

选择 Hi-Cut：它在Hi-C的基础上增加了cut&tag步骤，能高效地揭示由特定蛋白介导的DNA与DNA的相互作用，是研究基因调控机制的有力工具。

案例四、样本量极少（如临床稀有样本）

优先考虑 CUT&Tag 或 ATAC-seq，它们对细胞量的要求最低。

案例五、没有好的抗体

• 研究蛋白结合时，可以考虑 DAP-seq（体外）。

• 研究染色质开放性时，ATAC-seq 是完美选择。

  
  

活动日期：2025.9.10-2025.10.10